Jonathan Osei-Owusu
Las plantas responden a la alimentación de los herbívoros mediante un aumento de la biosíntesis y la emisión de compuestos volátiles que actúan como atrayentes para los enemigos naturales, como los parasitoides o los depredadores, que sirven como medio de defensa indirecta contra los herbívoros. Para que los volátiles emitidos actúen eficazmente como una señal para los enemigos naturales, deben ser específicos para la presa y deben distinguirse del olor de las plantas intactas. Las plantas emiten diferentes mezclas de volátiles en respuesta a diferentes ataques de herbívoros. La composición química de los volátiles emitidos es variable, pero generalmente está dominada por isoprenoides, volátiles derivados de la lipoxigenasa y aromáticos. La espectrometría de masas será la técnica preferida para la elucidación de la estructura, debido al mayor grado de sensibilidad que se puede lograr con el uso de esta técnica. El caupí es una leguminosa alimenticia importante en África debido a su fuente barata de proteínas. Sin embargo, la planta es atacada desde la etapa de plántula hasta la etapa de vaina por plagas de insectos que causan pérdidas de rendimiento de hasta el 80%. Explorar el uso de enemigos naturales podría ayudar a proteger la planta y aumentar el rendimiento. Para investigar los volátiles producidos por la planta de caupí en respuesta a diferentes ataques herbivoros, las plantas fueron desafiadas con Aphis craccivora, Myzus persicae y Latio vivida. Las señales de respuesta se analizaron utilizando una cromatografía de gases y un espectrómetro de masas acoplado a cromatografía de gases (GCMS) y la estructura química se confirmó mediante la coelución del compuesto auténtico con volátiles de la planta. La planta respondió de manera diferente a los tres modos de alimentación. Los compuestos producidos fueron dominados por terpenoides, volátiles de hojas verdes (GLV) y un compuesto aromático indol. Métodos y materiales Las semillas del cultivar de caupí ghanés Padi-tuya se obtuvieron de Savanna Agriculture Research, Tamale, Ghana. Una semilla por maceta (9 × 9 × 10 cm) se cultivó en un invernadero en Rothamsted Research, Reino Unido (27 ° C: 25 ° C y 16: 8 h L: D fotoperiodo, iluminación LED) en el suelo (pH 5,5-6,0; 75% turba de calidad media, 12% limo esterilizado, 3% vermiculita de calidad media; 10% grano sin cal 5 mm; tamaño de grano <2 mm después del tamizado). Las semillas de S. cannabina han sido suministradas por el Instituto Internacional de Agricultura Tropical (IITA) en Benin para uso experimental. Una semilla por maceta (20 × 30 cm) se cultivó en un suelo limoso esterilizado con calor a 36 ° C: 23 ° C y 12:12 h Fotoperiodo L: D en un invernadero en la Universidad de Ciencias y Tecnologías de Kwame Nkrumah (KNUST), Kumasi, Ghana. Las colonias de Maruca vitrata fueron criadas en KNUST a 26°C, con un fotoperiodo de 12:12 L:D y 76% de humedad relativa. Las hembras adultas apareadas durante cinco días fueron transferidas a vasos de plástico cilíndricos transparentes (3 cm de diámetro × 3,5 cm de altura) para la puesta durante 48 h, y almacenadas en una solución de miel al 10% sobre un trozo de papel de filtro. Luego, los vasos con huevos se incubaron en un recipiente de plástico grande con granos de caupí germinados como sustrato de alimentación para las larvas recién nacidas.que fueron reemplazados con granos nuevos cada tres días hasta la pupación. Las ninfas fueron retiradas de la dieta después de 15 días y colocadas dentro de una jaula de red en condiciones similares de emergencia. Las larvas de quinto estadio de M. vitrata fueron transportadas a Rothamsted Research, Reino Unido, donde se colocaron en placas de Petri abiertas con dieta artificial, preparada por Jackai y Raulston (1988) y suministrada por IITA, Nigeria [400 g de harina de caupí, 127,2 g de germen de trigo, 44,4 g de mezcla de sal Wesson, 25 g de ácido ascórbico, 3,9 g de aureomicina, 60 g de azúcar, 3,6 g de p-hidroxibenzoato de metilo, 6,8 g de ácido sórbico, 2 L de agua, 22 ml de hidróxido de potasio (solución acuosa 4 M), 29,6 ml de cloruro de colina (15 %), 50 ml de ácido acético (25 %), 26 ml de formaldehído (10 %), 30 ml de suspensión de vitaminas y 59,2 g de agar] y se almacenaron en una jaula de red a 25 °C: 22 °C y 12:12 h L: fotoperiodo D. Los adultos emergentes fueron alimentados con una solución de azúcar al 10%. Después de cinco días, las hembras apareadas fueron aisladas en grupos de dos en vasos de plástico transparente durante dos días para la puesta. Los vasos con huevos se colocaron bajo dieta larvaria artificial. Se creó una colonia de larvas endoparasitoides Apanteles taragamae obteniendo capullos de un cultivo básico mantenido en IITA, Benin. Las colonias posteriores se produjeron exponiendo las orugas de M. vitrata de primera etapa (dos días de edad) a la parasitación por hembras de A. taragamae de 3 días durante 24 h. Las orugas parasitadas se criaron en granos de caupí germinados hasta la pupación. Capullos A. Las taragamae se retiraron de la dieta de germinación después de siete días de parasitismo y se colocaron en una jaula de malla para la emergencia. Los adultos emergentes fueron alimentados con una solución de miel estriada dentro de la jaula. Los capullos del huevo parasitoide Phanerotoma syleptae también se obtuvieron de IITA, Benin. Los adultos emergentes fueron alimentados con una solución de miel estriada dentro de las paredes de la jaula de cría. Para permitir que las avispas apareadas parasitaran a los huéspedes, se ofrecieron huevos de M. vitrata en pequeñas copas cilíndricas (3 cm de diámetro × 3,5 cm de altura) a hembras apareadas de 2 días de P. syleptae. Recolección de volátiles de caupí de flores Dos flores de caupí se encerraron en un recipiente de vidrio (100 mm de diámetro interior × 60 mm de alto) unido a placas de aluminio semicirculares alrededor del tallo de la planta, y el arrastre de aire duró 24 horas. Para el experimento de infestación, dos larvas de M. vitrata se colocaron cuidadosamente en dos flores de caupí por la noche. Luego, las larvas tuvieron 30 minutos para asentarse antes de arrastrar las flores durante 24 h.8 g de ácido sórbico, 2 L de agua, 22 ml de hidróxido de potasio (solución acuosa 4 M), 29,6 ml de cloruro de colina (15 %), 50 ml de ácido acético (25 %), 26 ml de formaldehído (10 %), 30 ml de suspensión vitamínica y 59,2 g de agar] y almacenados en una jaula de red a 25 ° C: 22 ° C y 12: 12 h L: fotoperiodo D. Los adultos emergentes fueron alimentados con una solución de azúcar al 10%. Después de cinco días, las hembras apareadas se aislaron en grupos de dos en vasos de plástico transparente durante dos días para la puesta. Los vasos con huevos se colocaron bajo dieta larvaria artificial. Se creó una colonia de larvas endoparasitoides Apanteles taragamae obteniendo capullos de un cultivo básico mantenido en IITA, Benin. Las colonias subsiguientes se produjeron exponiendo las orugas de M. vitrata de primera etapa (dos días de edad) a la parasitación por hembras de A. taragamae de 3 días durante 24 h. Las orugas parasitadas se criaron con granos de caupí en germinación hasta la pupación. A capullos. Los taragamae se retiraron de la dieta de germinación después de siete días de parasitismo y se colocaron en una jaula de malla para la emergencia. Los adultos emergentes fueron alimentados con una solución de miel estriada dentro de la jaula. Los capullos del huevo parasitoide Phanerotoma syleptae también se obtuvieron de IITA, Benin. Los adultos emergentes fueron alimentados con una solución de miel estriada dentro de las paredes de la jaula de cría. Para permitir que las avispas apareadas parasitaran a los huéspedes, se ofrecieron huevos de M. vitrata en pequeñas copas cilíndricas (3 cm de diámetro × 3,5 cm de altura) a hembras apareadas de P. syleptae de 2 días de edad. Recolección de volátiles de caupí de flores Se colocaron dos flores de caupí en un recipiente de vidrio (100 mm de diámetro interior × 60 mm de alto) adheridas a placas de aluminio semicirculares alrededor del tallo de la planta, y el arrastre de aire duró 24 horas. Para el experimento de infestación, se colocaron cuidadosamente dos larvas de M. vitrata en dos flores de caupí por la noche. Luego, las larvas tuvieron 30 minutos para asentarse antes de arrastrar las flores durante 24 horas.8 g de ácido sórbico, 2 L de agua, 22 ml de hidróxido de potasio (solución acuosa 4 M), 29,6 ml de cloruro de colina (15 %), 50 ml de ácido acético (25 %), 26 ml de formaldehído (10 %), 30 ml de suspensión vitamínica y 59,2 g de agar] y almacenados en una jaula de red a 25 ° C: 22 ° C y 12: 12 h L: fotoperiodo D. Los adultos emergentes fueron alimentados con una solución de azúcar al 10%. Después de cinco días, las hembras apareadas se aislaron en grupos de dos en vasos de plástico transparente durante dos días para la puesta. Los vasos con huevos se colocaron bajo dieta larvaria artificial. Se creó una colonia de larvas endoparasitoides Apanteles taragamae obteniendo capullos de un cultivo básico mantenido en IITA, Benin. Las colonias subsiguientes se produjeron exponiendo las orugas de M. vitrata de primera etapa (dos días de edad) a la parasitación por hembras de A. taragamae de 3 días durante 24 h. Las orugas parasitadas se criaron con granos de caupí en germinación hasta la pupación. A capullos. Los taragamae se retiraron de la dieta de germinación después de siete días de parasitismo y se colocaron en una jaula de malla para la emergencia. Los adultos emergentes fueron alimentados con una solución de miel estriada dentro de la jaula. Los capullos del huevo parasitoide Phanerotoma syleptae también se obtuvieron de IITA, Benin. Los adultos emergentes fueron alimentados con una solución de miel estriada dentro de las paredes de la jaula de cría. Para permitir que las avispas apareadas parasitaran a los huéspedes, se ofrecieron huevos de M. vitrata en pequeñas copas cilíndricas (3 cm de diámetro × 3,5 cm de altura) a hembras apareadas de P. syleptae de 2 días de edad. Recolección de volátiles de caupí de flores Se colocaron dos flores de caupí en un recipiente de vidrio (100 mm de diámetro interior × 60 mm de alto) adheridas a placas de aluminio semicirculares alrededor del tallo de la planta, y el arrastre de aire duró 24 horas. Para el experimento de infestación, se colocaron cuidadosamente dos larvas de M. vitrata en dos flores de caupí por la noche. Luego, las larvas tuvieron 30 minutos para asentarse antes de arrastrar las flores durante 24 horas.Los adultos emergentes fueron alimentados con una solución de miel estriada dentro de la jaula. Los capullos del huevo parasitoide Phanerotoma syleptae también se obtuvieron de IITA, Benin. Los adultos emergentes fueron alimentados con una solución de miel estriada dentro de las paredes de la jaula de cría. Para permitir que las avispas apareadas parasitaran a los huéspedes, se ofrecieron huevos de M. vitrata en pequeñas copas cilíndricas (3 cm de diámetro × 3,5 cm de altura) a hembras apareadas de 2 días de P. syleptae. Recolección de volátiles de caupí de flores Dos flores de caupí se encerraron en un recipiente de vidrio (100 mm de diámetro interior × 60 mm de alto) unido a placas de aluminio semicirculares alrededor del tallo de la planta, y el arrastre de aire duró 24 horas. Para el experimento de infestación, dos larvas de M. vitrata se colocaron cuidadosamente en dos flores de caupí por la noche. Las larvas tuvieron luego 30 minutos para asentarse antes de permanecer en las flores durante 24 horas.Los adultos emergentes fueron alimentados con una solución de miel estriada dentro de la jaula. Los capullos del huevo parasitoide Phanerotoma syleptae también se obtuvieron de IITA, Benin. Los adultos emergentes fueron alimentados con una solución de miel estriada dentro de las paredes de la jaula de cría. Para permitir que las avispas apareadas parasitaran a los huéspedes, se ofrecieron huevos de M. vitrata en pequeñas copas cilíndricas (3 cm de diámetro × 3,5 cm de altura) a hembras apareadas de 2 días de P. syleptae. Recolección de volátiles de caupí de flores Dos flores de caupí se encerraron en un recipiente de vidrio (100 mm de diámetro interior × 60 mm de alto) unido a placas de aluminio semicirculares alrededor del tallo de la planta, y el arrastre de aire duró 24 horas. Para el experimento de infestación, dos larvas de M. vitrata se colocaron cuidadosamente en dos flores de caupí por la noche. Las larvas tuvieron luego 30 minutos para asentarse antes de permanecer en las flores durante 24 horas.
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